Zusammensetzung der mikrobiellen Gemeinschaft von Lebensmittelabfällen vor der anaeroben Verdauung

Scientific Reports Band 13, Artikelnummer: 12703 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Die anaerobe Vergärung wird häufig zur Verarbeitung und Verwertung von Lebensmittelabfällen eingesetzt. Gewerbliche Anlagen zur anaeroben Vergärung von Lebensmittelabfällen streben nach Verbesserungen der Prozesseffizienz, um einen höheren Durchsatz zu ermöglichen. Es liegen nur begrenzte Informationen über die Zusammensetzung mikrobieller Gemeinschaften in Lebensmittelabfällen vor der Verdauung vor, was die sinnvolle Nutzung des katalytischen Potenzials von Mikroorganismen in Vorbehandlungsprozessen einschränkt. Um diese Wissenslücke zu schließen, wurden Bakterien- und Pilzgemeinschaften in Lebensmittelabfallproben aus einer kommerziellen anaeroben Vergärungsanlage über einen Zeitraum von drei Monaten charakterisiert. Die Häufigkeit der bakteriellen 16S-rRNA-Gene war etwa fünf Größenordnungen höher als die Häufigkeit der ITS-Sequenz (Fungal Intergenic Spacer), was auf die zahlenmäßige Dominanz von Bakterien gegenüber Pilzen in Lebensmittelabfällen vor der anaeroben Verdauung schließen lässt. Es werden Belege für die Massenvermehrung von Bakterien in Lebensmittelabfällen während der Lagerung vor der anaeroben Vergärung vorgelegt. Die Zusammensetzung der Bakteriengemeinschaft variiert im Laufe der Zeit, aber Abstammungslinien innerhalb der Familie der Lactobacillaceae sind durchweg dominant. Stickstoffgehalt und pH-Wert korrelieren mit der Variation in der Gemeinschaft. Diese Erkenntnisse bilden eine Grundlage für das Verständnis der mikrobiellen Ökologie von Lebensmittelabfällen und bieten Möglichkeiten, den Durchsatz der anaeroben Vergärung weiter zu verbessern.

Im Jahr 2017 wurden weltweit 2 Milliarden Tonnen Siedlungsabfälle erzeugt. Dabei wurden 84 % gesammelt und nur 15 % recycelt1. Ungefähr 60 % dieses Abfallstroms sind organisch2 und können zur Energiegewinnung anaerob vergärt werden. Im Bericht über die Abfallerzeugung der australischen Regierung aus dem Jahr 2018 wurden 87 % der Lebensmittelabfälle auf Deponien entsorgt, was zu Deponiegas- und Sickerwasserproblemen führte. Nur 1 % der Lebensmittelabfälle gingen an Energieverwertungsanlagen3. Die unsachgemäße Bewirtschaftung des organischen Anteils von Siedlungsabfällen kann zur Entstehung von Treibhausgasen, Deponiesickerwasser und anderen schädlichen Produkten aus der unkontrollierten Zersetzung organischer Abfälle führen4, 5. Deponiegase und Sickerwasser sind schädlich für die Umwelt und geben Anlass zu Sicherheitsbedenken6, 7. Technisch ausgereift Die anaerobe Vergärung (AD) von organischen Abfällen kann den Druck auf Deponien verringern, indem Biogas und Nährstoffe aus organischen Abfällen gewonnen werden. Diese Studie konzentriert sich auf den Lebensmittelabfallanteil des organischen Abfallstroms.

Die anaerobe Vergärung beruht auf Mikroorganismen, die organische Substanzen in Abwesenheit von Sauerstoff zersetzen8. Der Verdauungsprozess umfasst vier Stufen (Hydrolyse, Acidogenese, Acetogenese und Methanogenese), die jeweils von verschiedenen Gruppen von Mikroorganismen durchgeführt werden. Komplexe Lebensmittelmatrizen werden extrazellulär in einfachere Verbindungen hydrolysiert, dann angesäuert und sauer gemacht, die schließlich von Bakterien zu Acetat, Kohlendioxid und Diwasserstoff fermentiert werden9. Diese Produkte dienen dann als Substrate für die Methanproduktion durch methanogene Archaeen10. Kommerzielle anaerobe Vergärungssysteme wurden über Jahrzehnte optimiert, wobei der Schwerpunkt auf höheren Biogasausbeuten, höheren Methan-Kohlendioxid-Verhältnissen und geringeren Restfeststoffausbeuten lag11. Trotz des wirtschaftlichen Kompromisses, den eine erhöhte Ladekapazität bieten kann, wurde selten auf einen erhöhten Fermenterdurchsatz geachtet12. Dies ist überraschend, wenn man bedenkt, dass der Großteil der Einnahmen von AD-Einrichtungen aus Zahlungen für die Entsorgung von Lebensmittelabfällen stammt. Daher verbessert die Erhöhung der Beladungsrate des Fermenters die finanzielle Rentabilität solcher Anlagen und leitet mehr organische Abfälle von den Deponien ab.

Mit Lebensmitteln ist eine mikrobielle Gemeinschaft verbunden und sie sind sehr anfällig für abiotische Zersetzung und biologischen Abbau. Der Untergang beginnt, sobald Lebensmittel geerntet, verarbeitet oder produziert werden. Anlagen zur anaeroben Vergärung erhalten Lebensmittelabfälle in einem frühen Stadium des Verfalls von einer zunehmend aktiven einheimischen Mikrobengemeinschaft13. Trotz des Potenzials der in Lebensmittelabfällen heimischen Mikrobengemeinschaft, bei der nachgeschalteten anaeroben Vergärung eine Rolle zu spielen, sind nur begrenzte Daten über die mikrobielle Gemeinschaft von Lebensmittelabfällen als Ausgangsmaterial (Lebensmittelabfälle vor der anaeroben Vergärung) für AD-Anlagen verfügbar. Beispielsweise sind die Vielfalt und Gleichmäßigkeit der Bakterien- und Pilzgemeinschaften in Lebensmittelabfällen und die Auswirkungen von Umweltparametern wie pH-Wert, Wassergehalt und Elementgehalt auf die Zusammensetzung der Mikrobengemeinschaft unbekannt. Angesichts der Tatsache, dass die Zusammensetzung von Lebensmittelabfällen variieren kann, ist davon auszugehen, dass auch die Zusammensetzung der mikrobiellen Gemeinschaft variiert, obwohl dies noch nie untersucht wurde.

Diese Studie untersuchte Lebensmittelabfallproben, die von einer kommerziellen australischen Anlage zur anaeroben Vergärung von Lebensmittelabfällen erhalten und zerkleinert wurden. Proben aus zwei Stufen der Grundvorbehandlung wurden auf Variationen in der Mikrobengemeinschaft und physikalisch-chemische Eigenschaften, einschließlich pH-Wert und Elementgehalt, analysiert. Die Sequenzierung und Quantifizierung von 16S-rRNA und ITS zeigte die Struktur und Verschiebungen in den mikrobiellen Gemeinschaften von Lebensmittelabfällen vor der anaeroben Verdauung. Veränderungen in der Zusammensetzung der mikrobiellen Gemeinschaft während des dreimonatigen Probenahmezeitraums standen im Zusammenhang mit physikalisch-chemischen Parametern, insbesondere dem pH-Wert und dem Stickstoffgehalt.

EarthPower, Sydney, NSW, Australien, lieferte Rohstoffe für Lebensmittelabfälle. Die Anlage erhält feste und flüssige Lebensmittelabfälle aus Lebensmittelproduktionsbetrieben, Supermärkten und Restaurants. Lebensmittelabfälle werden bei Erhalt sortiert und zerkleinert. Bei flüssigen Lebensmittelabfällen handelt es sich hauptsächlich um Ölabscheiderabfälle und Spachtelschlamm mit uneinheitlicher Annahmequote. Der Flüssigkeitsstrom wird vor der anaeroben Vergärung mit dem zerkleinerten Feststoffabfall vermischt. Es wurden zwei Arten von Rohstoffen beprobt: Hydropulper-Shredder- und Fermenter-Feed. Hydropulper-Proben sind zerkleinerte frische Lebensmittelabfälle, denen Wasser im Verhältnis 3:1 (Abfall/Wasser) zugesetzt wird, ausgenommen Kunststoffverpackungen und andere unerwünschte Materialien. Zu den Proben des Fermenter-Zuführtanks gehören sowohl Speisebrei als auch flüssige Speiseabfälle. Abbildung 1a zeigt ein grundlegendes Prozessablaufdiagramm der Anlage. Die Proben wurden an 38 Terminen zwischen dem 22. Juni 2020 und dem 17. September 2020 gesammelt und dann vor der Verarbeitung einzeln bei − 20 °C gelagert. EarthPower stellte vor Ort Wassergehalts- und pH-Daten für die Proben zur Verfügung. EarthPower entschied sich nach betrieblichen Gesichtspunkten für eine nicht konstante Probenahmehäufigkeit. Die Verweilzeit zwischen dem Speiserestebrei und dem Einspeisetank des Fermenters beträgt ca. 16–20 Stunden. In der Anlage angelieferte Lebensmittelabfälle werden täglich im Hydropulper-Zerkleinerer verarbeitet. Verarbeitete Lebensmittelabfälle werden dann zwei bis drei Tage lang im Futtertank des Fermenters gelagert. Beide Anlagen werden bei Umgebungstemperatur (8,7–24 °C, durchschnittlich 12,9 °C für den Probenahmezeitraum) betrieben.

(a) Grundlegendes Prozessablaufdiagramm der Anlage zur Vergärung von Lebensmittelabfällen. Die Probenahmestellen am Hydropulper und am Speisebehälter des Faulbehälters sind grau schattiert. Zu den flüssigen Lebensmittelabfällen zählen hauptsächlich Fettabscheider und schaufelbare flüssige Abfälle. Die Häufigkeit von (b) Bakterien und (c) Pilzen pro Gramm Probe (Feuchtgewicht), die aus dem Hydropulper (Dreiecke) und dem Fermenterfutter (Quadrate) entnommen wurde, wurde durch quantitative PCR bestimmt, die auf 16S-rRNA-Genkopien für Bakterien und ITS-Kopien für Pilze abzielte . Die Anzahl der Genkopien stellt Zellkonzentrationsmessungen dar, bezieht sich also auf das Nassgewicht der Probe und stellt die durchschnittliche Anzahl technischer Dreifachkopien dar.

Genomische DNA wurde aus 0,2 g Lebensmittelabfallproben (Feuchtgewicht) mit dem QIAamp PowerFecal Pro DNA-Extraktionskit (Qiagen) extrahiert. Die Herstellerprotokolle wurden befolgt, mit der Ausnahme, dass zur endgültigen Konservierung DNA-freies Wasser in PCR-Qualität (Sigma) anstelle der C6-Lösung verwendet wurde. Die genomische DNA-Konzentration wurde mit einem Qubit 2.0-Fluorometer gemessen. An der extrahierten genomischen DNA wurden Polymerasekettenreaktionen (PCR) durchgeführt. Die verwendeten Primer waren 1048F (5′-GTGSTGCAYGGYTGTCGTCA-3′) und 1294R (5′-GCCTACGATCTGAACTGAGC 3′) für Bakterien sowie ITS1 (5′-TCCGTAGGTGAACCTGCGG-3′) und ITS4 (5′-TCCTCCGC TTATTGATA TGC-3′). ) für Pilze. Der thermische Zyklusaufbau der Bakterien-PCR besteht aus einer anfänglichen Denaturierung bei 95 °C für 5 Minuten, gefolgt von 30 Zyklen mit 30 Sekunden Denaturierung bei 94 °C, 30 Sekunden Annealing bei 58 °C und 40 Sekunden Verlängerung bei 72 °C C und die letzte Verlängerungsperiode beträgt 10 Minuten bei 72 °C. Die Pilz-PCR-Einstellung beginnt mit einer anfänglichen Denaturierung bei 94 °C für 5 Minuten, gefolgt von 30 Zyklen mit 45 Sekunden Denaturierung bei 94 °C, 30 Sekunden Annealing bei 60 °C und 45 Sekunden Verlängerung bei 72 °C und die letzte Verlängerungsperiode beträgt 10 Minuten bei 72 °C. Zur Identifizierung der Integrität des PCR-Produkts wurde eine Gelelektrophorese mit 1 % Agarosegel verwendet, das 30 Minuten lang bei 90 V betrieben wurde.

Quantitative PCR (qPCR) wurde zur Quantifizierung von Bakterien und Pilzen in Lebensmittelabfallproben mit einem Bio-Rad CFX qPCR-Gerät verwendet. Die für die qPCR verwendeten Primer sind 1048F (5′-GTGSTGCA YGGYTGTCGTCA-3′) und 1194R (5′-ACGTCATCCCCACCTTCC-3′) für die Gesamtkopienzahl des 16S-rRNA-Gens, das die Bakteriengemeinschaft repräsentiert14 und ITS1 (5′-TCCGTAGGTGAACCTGCGG- 3′) und 4 (5′-TCCTCCGCTTATTGATATGC-3′) für die Gesamtkopienzahl, die die Pilzgemeinschaft repräsentiert. Die Arbeitslösungsmischung enthielt 5 µL SsoFast EvaGreen Supermix (BIO-RAD), 0,1 µL jedes Primers, 0,1 µL BSA (20 mg/ml) und 2,7 µL molekulares Wasser. Beim Ausplattieren wurden 96-Well-Platten mit 8 µL Arbeitslösung und 2 µL Probe in jedem Well verwendet. Das gesamte bakterielle qPCR-Protokoll umfasste 3 Minuten Denaturierung bei 98 °C, vierzig Zyklen DNA-Segmentreplikation bei 90 °C für 20 Sekunden und 62 °C für 50 Sekunden. Die Temperatur sank auf 60 °C und wurde für 10 s für Fluoreszenzablesungen beibehalten, gefolgt von einem Temperaturanstieg von 60 bis 90 °C in 0,5 °C-Intervallen für die Schmelzkurvenanalyse. Das qPCR-Protokoll zur Pilzquantifizierung umfasste eine 2-minütige Denaturierung bei 95 °C, vierzig Zyklen der DNA-Segmentreplikation bei 90 °C für 20 s, 55 °C für 30 s und 72 °C für 60 s. Die Temperatur bleibt 10 Minuten lang bei 72 °C15, 16. Die durchschnittliche Effizienz der qPCR des 16S-rRNA-Gens und der ITS-Genkopien betrug 95 % bzw. 96 %, mit einer durchschnittlichen Steigung von (– 3,42) und (– 3,46) und ein durchschnittlicher R2 von 0,993 bzw. 0,995.

Mithilfe der Illumina-Sequenzierung wurden Bakterien- und Pilzarten identifiziert. Die Sequenzierungsplattform war MiSeq v2 2 × 250 bp. Das Ramaciotti Center an der UNSW stellte den Sequenzierungsdienst bereit, einschließlich der Vorbereitung der Bibliothek und der Sequenzierungsläufe. Die Bakterientests wurden mit der 16S-rRNA-Gen-Amplikonbibliothek und die Pilztests mit der ITS2-Amplikonbibliothek (UNSW, Sydney, Australien) erstellt. Die Ergebnisse der Paired-End-Sequenzierung wurden mit der QIIME 2 2019.7-Pipeline17 analysiert. Zur Qualitätskontrolle wurde die Probenahmetiefe auf 1600 eingestellt. Zur Qualitätssicherung wurde das Dada2-Plugin18 verwendet, um die Daten mit der mithilfe von FastQC (https://www.bioinformatics.babraham.Ac.uk/projects/fastqc) ermittelten Trimmlänge zu entrauschen. Die Taxonomie wurde mithilfe des q2-feature classifier19 classify-sklearn naiven Bayes-Taxonomieklassifizierers auf Silva 138 Release20 für Bakterien und UNITE 8.021 für die Taxonomieklassifizierung von Pilzen zugewiesen. Die Referenzsequenz wurde geändert, um die Genauigkeit zu erhöhen und einen Primerüberhang auszuschließen. Die Referenzsequenz wurde nicht auf Anraten des QIIME2-Teams22 gekürzt. Die genomischen Sequenzeinträge wurden dann BLASTed (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov), um Arteninformationen zu erhalten. Aus den Illumina-Ergebnissen extrahierte Sequenzablesungen wurden mit MUSCLE abgeglichen. Mit MEGA-723 wurde ein phylogenetischer Baum mit maximaler Wahrscheinlichkeit erstellt.

Der Kohlenstoff-, Stickstoff- und Schwefelgehalt von gefriergetrockneten Lebensmittelabfällen (jeder zweiten Probe) wurde mit einem varioMARCO-Würfel an der Solid State & Elemental Analysis Unit XRF am UNSW Mark Wainwright Analytical Centre (UNSW Sydney, Australien) analysiert. Das vom Hersteller empfohlene Betriebsprotokoll wurde befolgt24.

Die Diversität innerhalb der Probe wird durch Margalef-Reichtum25 und Simpson-Gleichmäßigkeit26 dargestellt, kategorisiert nach Probentyp, pH-Wert und N%. Die Daten wurden mit der Qiime 2-Pipeline berechnet. Die Vielfalt der Bakterien- und Pilzproben wurde in gewichteten Unifrac-PcoA-Diagrammen27 dargestellt, kategorisiert nach Probentyp, pH-Wert und Stickstoffelementgehalt. Die bakteriologischen Taxonomiedaten wurden gefiltert, um Chloroplastensequenzen auszuschließen. Die relative Häufigkeit von OTUs gilt als Referenzhäufigkeit von Mikroorganismen in den Proben. Aufgrund der zahllosen Substämme, deren Häufigkeit gering ist (< 1 %) oder die nur in wenigen Proben vorhanden sind, wurden die vier häufigsten Bakterienarten (die > 40 % der Gemeinschaft ausmachen) für weitere Korrelationsberechnungen beibehalten. Ebenso umfasste die Analyse der Pilzgemeinschaft die vier am häufigsten vorkommenden Arten. GraphPad Prism 9 wurde verwendet, um die Korrelation zwischen Umgebungsparametern und Varianzen in der Gemeinschaftsstruktur zu analysieren. Korrelationen werden mithilfe nichtparametrischer Spearman-Korrelationen untersucht, um mehr als lineare Beziehungen abzudecken und Wärmekarten zu erstellen. Die P-Werte wurden mit dem Student-T-Test in Prism 9 berechnet.

Das Bakterienwachstum im Fermenter-Zufuhrtank wurde mithilfe der Monod-Gleichung und wichtigen reaktionskinetischen Parametern modelliert (Abbildung S1). Die Gleichungen spiegeln die spezifische Wachstumsrate von Bakterien (\(\mu\)max) wider, die von der Temperatur, dem pH-Wert und dem Nährstoffgehalt des Mediums abhängt. Der im Modell verwendete Wert (\(\mu\)max) war konservativ, da das Ziel des Modells darin bestand, festzustellen, ob zwischen den beiden Probenahmepunkten genügend Verweilzeit (stationärer Zustand) für Bakterienwachstum vorhanden war. Weitere verwendete kinetische Parameter sind der Biomasseertrag (Yx/s) und die Sättigungskonstante (Ks). Die Wachstumskinetik basierte auf Lactobacillus, der mehr als 70 % der Bakteriengemeinschaft ausmacht.

Dieser Artikel enthält keine von einem der Autoren durchgeführten Studien mit menschlichen Teilnehmern.

Um die Variation in den mikrobiellen Gemeinschaften von Lebensmittelabfällen zu untersuchen, wurden etwa drei Monate lang von Winter bis Frühling etwa wöchentlich Proben aus dem Hydropulper-Zerkleinerer und dem Fermenter-Zufuhrtank (Abb. 1a) entnommen. DNA wurde extrahiert und die Gesamthäufigkeit von 16S-rRNA (Bakterien) und ITS-Gensequenzen (Pilze) wurde mittels quantitativer PCR bestimmt (Abb. 1b, c). Die relative Häufigkeit der Archaeen lag unter 1 %. Die Häufigkeit der Kopien des 16S-rRNA-Gens war 4–6 Größenordnungen höher als die Häufigkeit der ITS-Sequenzen, was darauf hindeutet, dass Bakterien zahlenmäßig dominieren. Die Pilzhäufigkeit war in den Futterproben des Hydropulpers und des Fermenters ähnlich (durchschnittlich 4,3 ± 2,0 × 104 bzw. 4,4 ± 2,0 × 104 Kopien/g). Die Bakterienhäufigkeit im Fermenterfutter (durchschnittlich 1,6 ± 2,4 × 1010 Kopien/g) war 26-fach höher als im Hydropulper (durchschnittlich 6,2 ± 6,4 × 108 Kopien/g), was auf eine Proliferation hindeutet.

Um die Wachstumsrate und den Schwellenwert von Bakterien in Lebensmittelabfällen abzuschätzen, wurde ein Bakterienwachstumsmodell entwickelt, das auf Wachstumsraten von Lactobacillus (> 70 % relative Häufigkeit der Bakteriengemeinschaft, Abb. 3a, b) unter vergleichbaren Bedingungen und Schätzungen der verfügbaren Wachstumssubstrate basiert (Ergänzungsinformation 1). Das Modell wurde verwendet, um zu bestimmen, ob die Verweilzeit zwischen dem Hydropulper und dem Futtertank des Faulbehälters (~ 16 Stunden) ausreichte, um den beobachteten 26-fachen Anstieg der Bakterienhäufigkeit zu erklären. Von einem Startpunkt von 6,2 × 108 Kopien/g erreichte das Modell nach 16 Stunden eine Kopiendichte des 16S-rRNA-Gens von 1 × 1010 Kopien/g und erreichte nach 18 Stunden ein Plateau bei 1,3 × 1010 Kopien/g. Wachstumsmodelldaten und qPCR-Daten stimmen mit der Vermehrung von Bakterien in Lebensmittelabfällen zwischen dem Hydropulper und dem Zufuhrtank des anaeroben Faulbehälters überein.

Abbildung 2 zeigt die Strukturvariation der Pilzgemeinschaft in den Futterproben des Hydropulpers und des Fermenters. Die Sequenzierung erfolgte auf der Illumina ITS-Plattform und zur Verarbeitung der Lesevorgänge wurden QIIME 2-Pipelines verwendet. Die am häufigsten vorkommenden Pilzlinien gehören zu den Gattungen Saccharomyces und Kazachstania. Die Proben des Fermenter-Futtertanks enthielten mehr Saccharomyces und die < 1 % Häufigkeit der Pilzstämme nahm in der relativen Häufigkeit ab. Die Zusammensetzung der Pilzgemeinschaft im Ausgangsmaterial der Lebensmittelabfälle war über den dreimonatigen Probenahmezeitraum relativ konstant. Die konsistente Gemeinschaftsstruktur mit der fehlenden Pilzvermehrung zwischen den Futterproben des Hydropulpers und des Fermenters deutete auf eine begrenzte Pilzaktivität in den Lebensmittelabfällen hin.

Zusammensetzung der Pilzgemeinschaft in (a) Hydropulper- und (b) Fermenterfutterproben.

Abbildung 3a,b zeigt die Variation der Bakteriengemeinschaften in den Futterproben des Hydropulpers und des Fermenters. Die Illumina 16S-rRNA-Sequenzierung wurde verwendet, um Rohlesevorgänge zu generieren, und QIIME 2-Pipelines wurden zur Verarbeitung der Lesevorgänge verwendet. Lactobacillaceae-Abstammungslinien (einschließlich Lactobacillus und Lactiplantibacillus) dominierten während des gesamten Probenahmezeitraums mit einer durchschnittlichen relativen Gesamthäufigkeit im Hydropulper von 64 % und 78 % im Fermenterfutter. Die relative Häufigkeit von Lactobacillaceae schwankte im Hydropulper stärker als im Fermenterfutter und lag zwischen 32 und 93 %. Sequenzen innerhalb der Familie Lactobacillaceae und engster Verwandter aus der NCBI-Datenbank wurden verwendet, um einen phylogenetischen Baum zu erstellen, der eine Artenzuordnung ermöglicht (Abb. 3c). Als Außengruppen wurden Leuconostoc- und Klebsiella-Stämme hinzugefügt. Drei der am häufigsten vorkommenden Lactobacillaceae-Linien gehörten Lactobacillus amylovorus (Lin1), Lactobacillus sanfranciscensis (Lin2) und Lactiplantibacillus plantarum (Lin3). Lactobacillus amylovorus (Lin1) war die häufigste Art im Hydropulper, während Lactobacillus sanfranciscensis (Lin2) und Lactiplantibacillus plantarum (Lin3) in den Futterproben des Fermenters am häufigsten vorkamen. Andere Bakterienlinien mit einer relativen Häufigkeit von mehr als 1 % sind Klebsiella, Leuconostoc, Acetobacter, Pseudomonas, Weissella, Brachymonas, Cloacimonadaceae W5 und nicht klassifizierte Enterobacteriaceae. Sie kamen in Hydropulper-Proben häufiger vor als in Fermenter-Futterproben. Bakterienstämme mit einer relativen Häufigkeit von weniger als 1 % im Hydropulper waren in der relativen Häufigkeit im Fermenterfutter weiter zurückgegangen.

Zusammensetzung der Bakteriengemeinschaft in Lebensmittelabfallproben aus (a) dem Hydropulper und (b) dem Fermenterfutter, bestimmt mit Illumina-Sequenzierung. Identitäten auf Gattungsebene werden, soweit möglich, dargestellt. Die relative Häufigkeit schließt Chloroplasteneinträge aus (< 25 %). Die Variation in der Häufigkeit von Lactobacillaceae in der Bakteriengemeinschaft umfasst nur Lactobacillaceae-Linien mit einer relativen Häufigkeit von > 1 % (Lin1-7). Zu den kleineren Lactobacillaceae zählen alle Lactobacillaceae-Linien mit einer relativen Häufigkeit von weniger als 1 %. Lin 1–3 in den Diagrammen entsprechen Lactobacillus/Lactiplantibacillus Lin1-3 in der Legende. (c) Phylogenetischer Maximum-Likelihood-Baum der Familie Lactobacillaceae, extrahiert aus den Illumina-16S-rRNA-Illumina-Sequenzeinträgen (Lin1-7 durch ausgefüllten Kreis angezeigt). Anzahl und Maßstab in der Abbildung, die die phylogenetische Beziehung zwischen in Lebensmittelabfällen beobachteten Bakterienlinien und ihren nächsten kultivierten Verwandten zeigt. Die Zahlen stellen Bootstrap-Werte (Verzweigungspunktkonfidenz) von 500 Replikaten dar.

Um den Zusammenhang zwischen den physikalisch-chemischen Eigenschaften von Lebensmittelabfällen und den Zusammensetzungsschwankungen der mikrobiellen Gemeinschaft zu verstehen, wurden drei Merkmale von Lebensmittelabfällen gemessen (Ergänzende Informationen). Abbildung S2a zeigt den Wassergehalt und die pH-Wert-Variation der Proben über 3 Monate. Abbildung S2b zeigt die Anteile von Kohlenstoff, Stickstoff und Schwefel in den Proben. Die Proben des Fermenterfutters und des Hydropulpers haben einen ähnlichen Kohlenstoff- (durchschnittlich 43,38 % bzw. 42,47 %), Stickstoff- (durchschnittlich 2,40 % bzw. 2,46 %) und Schwefelgehalt (durchschnittlich 0,18 % bzw. 0,32 %). Obwohl die Probeneigenschaften zwischen den beiden Probenahmepunkten im Durchschnitt ähnlich sind, kann die Probe auf Tagesbasis erheblich unterschiedlich sein. Obwohl die durchschnittlichen Elementgehalte ähnlich waren, unterschied sich das Variationsmuster des Kohlenstoffgehalts im Hydropulper von dem der Fermenter-Zufuhrprobe vom selben Tag. Ebenso wies der Stickstoffgehalt zwischen den am selben Tag entnommenen Proben an den beiden Probenahmeorten uneinheitliche Häufigkeitsschwankungen auf.

Abbildung 4 zeigt die Diversität der Bakteriengemeinschaft in den Proben. Die Pilzgemeinschaft (nicht gezeigt) lieferte keine auffällige Gruppierung für alle Metadatenkategorien. Für die Bakteriengemeinschaft wurden zwei Metadatenkategorien, pH-Wert und Stickstoffelementgehalt, mit Verschachtelungen identifiziert, die bestimmten Bereichen zugeordnet sind. Die Bakteriengemeinschaft erlebte strukturelle Veränderungen vom Hydropulper zu Proben aus dem Fermenter-Zuführtank. Je niedriger der pH-Wert oder höher der Stickstoffgehalt, desto enger waren die Bakteriengemeinschaften miteinander verwandt. Der pH-Bereich von 3,5–4 und der Stickstoffelementgehalt von 3–3,5 % zeigten einen starken Einfluss auf die Bakteriengemeinschaft.

Gewichtete PCoA-Diagramme zeigen die Beziehung zwischen Umweltparametern und der Zusammensetzung der Bakteriengemeinschaft. Hydropulper- (Quadrate) und Fermenter-Feed-Gemeinschaften (Sterne) sind unterschiedlich (a). pH-Wert (b) und Stickstoffgehalt (c) zeigten eine spezifische Gruppierung bei pH 3,5–4 und Stickstoffgehalt 3–3,5 % (angezeigt durch schwarze Farbe).

Die Vielfalt innerhalb jeder Probe in Bezug auf die drei Metadatenkriterien, Art der Probe, pH-Wert und N % des Ausgangsmaterials, ist in Tabelle 1 zusammengefasst. Hydropulper-Proben hatten eine höhere Bakterienvielfalt (Reichtum) als Fermenter-Futterproben (P = 4,72E−07). . Wenn der pH-Wert höher als 5 war, nahm der Reichtum der Bakteriengemeinschaft zu (P = 0,039), und ein höherer Stickstoffanteil war mit einer Zunahme der Gleichmäßigkeit der Bakteriengemeinschaft verbunden (P = 0,040).

Abbildung 5 veranschaulicht die Korrelationen zwischen Umweltparametern, physikalisch-chemischen Eigenschaften, Artenhäufigkeitsvariationen und Gemeinschaftsvarianzen sowohl für Bakterien- als auch für Pilzgemeinschaften. Faktorskalen von −1 bis 1 weisen auf eine insgesamt negative oder positive nichtparametrische Spearman-Korrelation hin. Die unterstrichenen Korrelationswerte wiesen signifikante Unterschiede auf (P < 0,05).

Die bakterielle Wärmekarte zeigt die Beziehungen zwischen den Umweltparametern (pH-Wert, Stickstoffgehalt, die Varianz der relativen Häufigkeit und die Anzahl der bakteriellen 16S-rRNA-Genkopien in der Probe, getrennt in Hydropulper- (a) und Fermenterfutterproben (b). Die Eine negative (dunkelgrüne) Heatmap-Zelle zeigt eine negative nichtparametrische Spearman-Korrelation an und umgekehrt. Die Pilz-Wärmekarte zeigt die Beziehungen zwischen Umweltparametern, die Varianz in der relativen Stammhäufigkeit und die Anzahl der Pilz-ITS-Genkopien in der in Hydropulper aufgetrennten Probe (c) und Fermenterfutterproben (d). Die negative (dunkelgrüne) Heatmap-Zelle zeigt eine negative nichtparametrische Spearman-Korrelation an und umgekehrt. Die unterstrichenen Einträge haben einen P-Wert von weniger als 0,05 aus dem Signifikanztest.

Zwischen dem Hydropulper und dem Fermenter-Zufuhrtank korrelierte der Stickstoffgehalt positiv mit den zahlreichen Bakteriengattungen (Lactobacilus, Leunocostoc und Klebessila) und negativ mit dem pH-Wert. Darüber hinaus ermöglichte die BLAST-Suche nach Illumina-Einträgen die Analyse der Häufigkeitsschwankungen von Lactobacillaceae-Arten unter verschiedenen Bedingungen. Die sehr häufig vorkommenden L. plantarum (Lin3), L. sanfranciscensis (Lin2) und L. amylovorus (Lin1) wurden mit unterschiedlicher Abhängigkeit mit pH-Wert, Stickstoff- und Kohlenstoffgehalt korreliert.

In der Pilzgemeinschaft (Abb. 5c, d) wirkte sich der Gehalt an Schwefel- und Stickstoffelementen auf die Hydropulper-Gemeinschaft aus, in der Pilzstämme negativ miteinander verbunden sind. Der pH-Wert korrelierte nicht eindeutig mit der relativen Häufigkeit von Pilzstämmen oder der Anzahl der ITS-Genkopien.

Der Methanertrag während der anaeroben Vergärung korreliert mit der relativen Häufigkeit spezifischer Bakterien- und Archaeenlinien in der bestehenden mikrobiellen Gemeinschaft28. Die Zusammensetzung mikrobieller Gemeinschaften wird durch die Wachstums- und Sterberaten der Gemeinschaftsmitglieder sowie durch die Einwanderung von außerhalb des Systems, in dem die Gemeinschaft lebt, bestimmt29. Im Zusammenhang mit der anaeroben Vergärung von Lebensmittelabfällen wird die Einwanderung logischerweise von der indigenen Gemeinschaft der Lebensmittelabfälle vorangetrieben. Die mit dem Rohstoff verbundenen Mikrobiota sind außerdem relevant im Hinblick auf die chemischen Umwandlungen, die sie katalysiert, bevor der Rohstoff in einen Fermenter gelangt (biologische Vorbehandlung).

Trotz ihrer Relevanz für die anaerobe Vergärung von Lebensmittelabfällen ist relativ wenig über die Zusammensetzung mikrobieller Gemeinschaften in Lebensmittelabfällen bekannt. Eine Studie beschrieb die mikrobielle Gemeinschaft in Lebensmitteln aus einer Kantine ab dem Moment ihrer Entsorgung und über die folgenden 72 Stunden13. Ein anderer beschrieb Veränderungen in der gemeinschaftlichen Zusammensetzung von Lebensmittelabfällen als Reaktion auf die Belüftung30. Darüber hinaus hat eine Studie die Variation der Zusammensetzung von Lebensmittelabfällen als Reaktion auf die Lagerumgebung erklärt31. Keiner hat beschrieben, wie die gemeinschaftliche Zusammensetzung der von einer Vergärungsanlage aufgenommenen Lebensmittelabfälle im Laufe der Zeit oder innerhalb verschiedener Einheiten vor dem Eintritt in die Vergärungsanlagen variiert. Die Lebensmittelabfälle, die einer anaeroben Vergärung unterzogen werden, bestehen hauptsächlich aus Bakterien, insbesondere Lactobacillaceae. Allerdings ist die Bakteriengemeinschaft nicht stabil und schwankt täglich zusammen mit dem pH-Wert und dem Stickstoffgehalt des Abfalls. Ammoniak kann als eine Form von Stickstoff das Wachstum verschiedener Bakterienarten hemmen, selektiven Druck ausüben und die mikrobielle Gemeinschaft in Lebensmittelabfällen verschieben32. Dieses Wissen untermauert zukünftige Versuche, die Lebensmittelverschwendungsgemeinschaft rational für eine verbesserte nachgelagerte Ressourcenrückgewinnung zu gestalten.

In der aktuellen Studie einer industriellen Anlage zur anaeroben Vergärung, in der Lebensmittelabfälle verarbeitet werden, wurden Bakterien und Pilze in Lebensmittelabfallproben aus der Hydropulper-Einheit und aus der nachgeschalteten Lagereinheit, von der Lebensmittelabfälle in den Fermenter überführt werden, quantifiziert. Der pH-Wert schwankte während der Probenahmekampagne zwischen 3 und 5,5 mit fallender Tendenz. Der Wassergehalt lag zwischen 80 und 90 %. Die pH-Verschiebung der Lebensmittelabfälle könnte entweder auf Änderungen in der Zusammensetzung der Lebensmittelabfälle zurückzuführen sein, da ein niedrigerer pH-Wert mit kohlenhydratreichen Lebensmittelabfällen und ein höherer pH-Wert mit proteinreichen Lebensmittelabfällen verbunden ist, oder auf die Lagertemperatur, die die Produktion von sauren Fermentationsprodukten beeinflusst31 .

Die Quantifizierung der Pilz- und Bakteriensequenzen ergab, dass Bakterien in Lebensmittelabfällen zahlenmäßig um mehrere Größenordnungen dominieren. Dies deutet darauf hin, dass Pilze beim Zerfall oder der Depolymerisation von Lebensmittelabfällen vor der anaeroben Vergärung nur eine begrenzte Rolle spielen. Die eng verwandten Hefen Saccharomyces und Khazachstania waren die dominierenden Pilzlinien. Khazachstania wurde bereits früher in Lebensmittelabfällen beobachtet und kommt in Lebensmittelgärungsgemeinschaften häufig vor33 Saccharomyces kommen häufig in Lebensmittelgärungsabfällen vor, beispielsweise in den Abwässern von Brauereien und Bäckereien34, 35. Die geringe Häufigkeit von Schimmelpilzen kann auf die Homogenisierung von Lebensmittelabfällen zurückzuführen sein Handhabung, Transport und schließlich Aufschluss sowie die begrenzte Verfügbarkeit von Sauerstoff36, aber die geringe Häufigkeit von Pilzen war im Allgemeinen überraschend. Pilze können einen niedrigen pH-Wert und Sauerstoffbeschränkungen tolerieren, daher ist es möglich, dass die Pilze in Lebensmittelabfällen durch die Produktion von Antimykotika durch Bakterien unterdrückt werden. Es ist bekannt, dass die Bakterien Lactobacillus sanfranciscensis (Lin2) und Lactiplantibacillus plantarum (Lin3), die in dieser Studie die Bakteriengemeinschaft dominieren, antimykotische Substanzen produzieren37. Unabhängig von der Ursache für die geringe relative Pilzhäufigkeit scheint es, dass die biologische Abbaufähigkeit von Pilzen bei Lebensmittelabfällen nicht ausgenutzt wird.

Die Bakteriengemeinschaft wurde von Abstammungslinien innerhalb der Familie der Lactobacillaceae (hauptsächlich Lactobacillus-Arten) dominiert. Lactobacillus-Arten sind bekannt für ihre Fähigkeit, Zucker unter Sauerstoffmangel zu fermentieren und flüchtige Fettsäuren freizusetzen, was zu einem Abfall des pH-Werts auf 38 führt. Dies wird seit langem bei der Konservierung von Lebensmitteln ausgenutzt, da eine Senkung des pH-Werts unter 5 für die meisten Mikroben ungünstige Bedingungen schafft39, 40. Im Wesentlichen schließen Lactobacillus-Arten durch pH-Manipulation Konkurrenten in Lebensmittelabfällen aus. Dadurch wird die biologische Abbaufähigkeit der mikrobiellen Gemeinschaft in Lebensmittelabfällen auf die abbauende enzymatische Aktivität beschränkt, die durch Lactobacillus erzeugt wird. Was die extrazelluläre Enzymaktivität betrifft, ist bekannt, dass die häufig vorkommenden Abstammungslinien L. amylovorus, L. sanfranciscensis und L. plantarum Amylase produzieren41,41,42,44. Es ist auch bekannt, dass L. amylovorus und L. plantarum Lipase und Protease produzieren45,45,47, obwohl die proteolytische Aktivität mäßig ist48, 49. L. plantarum produziert auch extrazelluläre Feruloylesterase50, während L. amylovorus nur intrazelluläre Esterase produziert51. Daher können die drei am häufigsten beobachteten Bakterien Amylase, Lipase, Protease und Feruloylesterase produzieren, es ist jedoch nicht bekannt, dass sie Cellulase produzieren. Sie spielen wahrscheinlich eine wichtige Rolle beim Stärkeabbau, haben jedoch eine begrenzte Fähigkeit, lignozellulosehaltige Biomasse zu hydrolysieren. Die Bioaumentierung von Cellulase-produzierenden Bakterien könnte das Potenzial haben, die Effizienz der nachgelagerten Verdauung zu steigern.

Proteobakterien fielen durch ihre Abwesenheit in Lebensmittelabfällen auf13, 40, 52. Proteobakterien sind in der Lage, verschiedene komplexe Substanzen abzubauen und kommen in anaeroben Verdauungssystemen weit verbreitet53, 54. Dies unterstützt das Potenzial, Lebensmittelabfälle mit Proteobakterien biologisch anzureichern oder die Bedingungen für das Wachstum von Proteobakterien zu verändern ihre Abbaufähigkeiten einschließlich der Cellulaseaktivität55.

Die aerobe Vorbehandlung organischer Substrate kann die anaerobe Vergärung verbessern56,56,58. Es wird angenommen, dass dies eine Folge der Verringerung der Konzentration leicht verdaulicher Substrate ist, die aufgrund der VFA-Produktion unter anaeroben Bedingungen, der beschleunigten Oxidation von VFAs und der Depolymerisation relativ widerspenstiger Biopolymere zu einem raschen Abfall des pH-Werts führen kann, was zu einer umfassenderen Verdauung und einer Verringerung der Biofeststoffe führt59 , 60. Eine aerobe Vorbehandlung kann die Stabilität und Effizienz der Verdauung erhöhen61,61,63. Diese Vorteile, die sich aus der Belüftung ergeben, hängen logischerweise von der Zusammensetzung der in Lebensmittelabfällen heimischen Mikrobengemeinschaften und den darin kodierten katalytischen Fähigkeiten ab30.

Diese Studie zeigte die Variabilität der mikrobiellen Gemeinschaftsstruktur in Lebensmittelabfällen. Die Proben zeigten Dominanz und Wachstum der Bakteriengemeinschaft, nicht jedoch der Pilzgemeinschaft. Lactobacillaceae waren dominant und ihre Aktivität wurde hauptsächlich durch den pH-Wert und den Stickstoffgehalt beeinflusst. Die Ergebnisse geben Aufschluss über das Potenzial zur Anpassung der Gemeinschaft durch Bioaugmentation oder Luftzufuhr, um eine höhere nachgeschaltete Verdauungseffizienz zu erreichen. Diese Beobachtungen bilden eine Grundlage, auf der eine rationelle Technik der Vorbehandlungsbedingungen für Lebensmittelabfälle entwickelt werden kann, um den Durchsatz der anaeroben Vergärung zu erhöhen.

Die Sequenzierungsergebnisse finden Sie im NCBI-Sequenzlesearchiv PRJNA805020. Weitere Datensätze, die während der aktuellen Studie erstellt und/oder analysiert wurden, sind auf begründete Anfrage beim entsprechenden Autor erhältlich.

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Die Autoren danken EarthPower für die Bereitstellung von Proben, dem Ramaciotti Center (UNSW) für die Sequenzierung und der Mark Wainwright Analytical Facility für die Elementaranalyse. Darüber hinaus dankt der Autor NSW DPI für die finanzielle Unterstützung.

Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium des Ministeriums für Planung, Industrie und Umwelt des NSW in Zusammenarbeit mit der UNSW Sydney finanziert.

School of Civil and Environmental Engineering, UNSW Sydney, Sydney, NSW, 2052, Australien

Linjie Tang, Under Kimyon & Michael J. Manefield

School of Chemical Engineering, UNSW Sydney, Sydney, NSW, 2052, Australien

Jack O'Dwyer

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LT war für das Verfassen des Manuskripts, das Forschungsdesign und die Versuchsdurchführung verantwortlich, JO trug zum Teil zur Datengenerierung und zum Verfassen des Manuskripts bei, OK leistete technische Unterstützung bei Experimenten und Dateninterpretation, MM leitete das Forschungsdesign und gab Feedback zu den Forschungsergebnissen. OK und MM haben das Manuskript überprüft und genehmigt.

Korrespondenz mit Linjie Tang.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Tang, L., O'Dwyer, J., Kimyon, Ö. et al. Zusammensetzung der mikrobiellen Gemeinschaft von Lebensmittelabfällen vor der anaeroben Vergärung. Sci Rep 13, 12703 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-39991-w

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Eingegangen: 19. April 2023

Angenommen: 03. August 2023

Veröffentlicht: 05. August 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-39991-w

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